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miércoles, 13 de febrero de 2008

Insectos y Calentamiento Global

Una investigación divulgada este lunes sobre un precedente calentamiento global en la historia de la Tierra llegó a la conclusión de que se multiplicó el consumo de alimentos por parte de los insectos y, por ende, sugiere que el cambio climático actual acelerará el daño de las cosechas y la deforestación.

Los investigadores, que estudiaron el impacto del anterior calentamiento en la flora prehistórica, hallaron que provocó un gran daño en la vegetación debido a un incremento de la alimentación de los insectos.

Las plantas prehistóricas parecen haber sido víctimas de un intenso ataque de una población de insectos extrañamente abundante y voraz.

Los científicos creen que el incremento de las temperaturas causó una migración de insectos desde los trópicos a nuevos hábitats en latitudes tradicionalmente más frías, mientras que niveles más altos de dióxido de carbono dificultaron su acceso a los nutrientes que contienen las plantas.

"Nuestro estudio muestra convincentemente que hay un vínculo entre la temperatura y el consumo de hojas de los insectos", dijo Ellen Currano, una estudiante de posgrado de la Universidad estatal de Pensilvania.

"Cuando aumenta la temperatura, también se incrementa la diversidad del daño causado por la alimentación de los insectos en las (diferentes) especies de plantas", agregó la autora principal del estudio publicado en la revista especializada Proceedings of the National Academy of Sciences (PNAS).

Currano y sus colegas examinaron más de 5.000 fósiles de hojas que hallaron en la cuenca del Bighorn en Wyoming (oeste de Estados Unidos), que datan del período conocido como máximo térmico del Paleoceno-Eoceno (PETM), y los años inmediatamente anteriores y posteriores.

El PETM es el nombre que recibe un período de calentamiento abrupto ocurrido hace unos 56 millones de años y que coincidió con una triplicación temporal del dióxido de carbono en la atmósfera. Las temperaturas aumentaron 4 y en algunos lugares hasta 10 grados Celsius.

Los científicos dicen que ese período de cambio climático es comparable al actual calentamiento global, que resulta en gran parte de la emisión de gases de efecto invernadero.

Currano y sus colegas encontraron que las hojas fosilizadas del PETM habían sufrido, a causa de la alimentación de los insectos, un mayor daño que las hojas de los años anteriores y posteriores a ese período geológico.

La evidencia sugiere que una mayor diversidad y número de predadores se alimentaban de las plantas -y se alimentaban con más intensidad- que antes y después.

Investigaciones anteriores muestran que los animales amplían las áreas en las que viven cuando las temperaturas se elevan. También se ha comprobado que las plantas que crecen bajo mayores concentraciones de dióxido de carbono tienen menos nutrientes, y por ello los insectos deben comer más.

Para saber "si lo que pasó entonces es ilustrativo de lo que puede pasar hoy, debemos esperar a ver si los insectos de los trópicos y subtrópicos se desplazan a latitudes más al norte y al sur, y (si se constata) un mayor daño en las plantas que crecen en esas regiones", concluyó Currano.

Nueva Especie Prehistorica

Paleontólogos descubrieron fósiles de una nueva especie de un pequeño reptil volador prehistórico en el noreste de China, según un estudio publicado este lunes.

De acuerdo al estudio de la revista especializada Proceedings of the National Academy of Sciences, el diminuto reptil vivió hace unos 120 millones de años y era del tamaño de un gorrión, y con una envergadura de menos de 30 centímetros.

No tenía dientes pero sí características anatómicas únicas, como garras curvas que parecían diseñadas para aferrarse a las ramas de los árboles.

El equipo de investigadores que descubrió los restos fosilizados en la provincia de Liaoning sospecha que el reptil vivió en los antiguos bosques chinos y se alimentaba de insectos.

El descubrimiento es sorprendente en varios aspectos, especialmente porque no es común encontrar fósiles de pterosauros ("lagarto alado" en griego) y menos hallar una especie completamente nueva.

Pero también tiene implicancias en la comprensión de la evolución de los pterosauros, un grupo de reptiles que evolucionó su capacidad de vuelo y que cruzaba los cielos desde hace unos 230 millones de años, extinguiéndose finalmente hace 65 millones de años, aseguran los autores del estudio publicado en la revista especializada Proceedings of the National Academy of Sciences.

El hallazgo "abre un nuevo capítulo en la historia evolutiva de los pterosauros", aseguró Alexander Kellner, profesor de paleontología de la Universidad Federal de Rio de Janeiro, principal autor del estudio.

La nueva especie, que el equipo de Kellner bautizó como Nemicolopterus crypticus ("escondido habitante volador del bosque" en griego), pertenece a una rama de la familia de los reptiles que se caracteriza por tener pterosauros más grandes que se alimentaban de pescado.

Los pterosauros pertenecientes a esta familia -Dsungaripteroidea- o los que están cercanamente relacionados, tenían envergaduras de un metro. En algunos casos eran criaturas gigantescas que medían hasta seis metros de la punta de un ala a la punta de la otra.

El descubrimiento del Nemicolopterus crypticus, y el hecho de que haya pertenecido a una clase o familia de reptiles que existió en una etapa avanzada de la evolución de la especie, sugiere que estos reptiles posteriores estaban vinculados con pterosauros más primitivos de lo que se pensaba.

No está claro si esta rama de la familia contenía otro tipo primitivo de habitantes del bosque, o si el Nemicolopterus crypticus era una anomalía.

"Pudo haberse extinguido y ya", dijo Kellner. "O puede haber existido toda una historia de los pterosauros que vivieron en las copas de los árboles, no solo en China, sino también en otras partes del mundo".

domingo, 10 de febrero de 2008

Equipo 2005

Este es el Equipo 2005 de izquierda a derecha: Cristina, Noelia, Facundo (Cufa), Déby. El que tomó la foto: Paulo.


Bueno acá otra vez, pero esta vez Cristina sacó la foto y Paulo salió.


En Córdoba, Río Cuarto, mientras aguardaban los resultados del certámen, el equipo completo de las Olimpíadas 2005




Acá, después de festejar que obtuvieron el 10º puesto a nivel Nacional con Mención Honorífica.
Décimo lugar sobre 70 escuelas a Nivel nacional y más de 1400 que participaron en el certámen ese año.


Equipo 2003


Este es el Equipo de las Olimpíadas 2003. Arriba, de izquierda a derecha, Pamela, Mariana, Tatiana, Gisel y Cristina.Abajo, de izquierda a derecha: el hermano de Mariana y Cristian Miño

sábado, 9 de febrero de 2008

TINCIONES

Preparación de extensiones colorables
El material que contienen las células o bacterias (tierra, orina, pis, leche, heces saliva) se diluye en agua, solución salina o caldo. A continuación, con el ansa, se extiende sobre el porta una fina y homogénea capa de suspensión en un área aprox. de 1 cm de diámetro [FROTIS]. Debe hacerse moviendo el asa con un movimiento rotatorio. Recuerde flamear el asa en el mechero antes de usarla. Extendido el frotis, debe secarse, y a continuación se calienta durante 2 o 3 seg. sobre llama el mechero, esto adhiere las bacterias y/o células al vidrio [FIJACIÓN].Estos preparados no son duraderos y sirven solo para hacer una vista rápida (Mejor técnica Ver pag)


Colorantes y tinciones
La mayoría de los colorantes pueden ser clasificados en dos grupos:1. Aquellos en los cuales el ión portador del color es el anión. Ej.: EOSINA2. Aquellos done el ión portador del color es el catión. Ej.: AZUL DE METILENO. Los colorantes ácidos (2) tiñen elementos nucleares, mientras que los básicos (1) los elementos citoplasmáticos de las células. Un colorante básico es una molécula de anilina que tiene una o más cargas positivas en su porción coloreada y su formula general se presenta: ANILINA + Cl-Estos colorantes reaccionan con los grupos aniónicos de los componentes texturales, que son los grupos fosfato de los ácidos nucleicos, los grupos sulfato de los glucosaminoglucanos y los grupos carboxilo de las proteínas. La reacción de los grupos depende del pH. Un colorante ácido es aquel que lleva una carga negativa en la parte coloreada de la molécula y su fórmula general se representa: Na+ ANILINA-Los colorantes ácidos se unen primariamente a los componentes texturales por medio de enlaces electroestáticos de manera similar pero opuesta a la de los colorantes básicos. Las anilinas ácidas reaccionan con los grupos catiónicos como los grupos amino ionizados de las proteínas. Los componentes que reaccionan con un colorante básico se llaman basófilos y los que lo hacen con uno ácido, acidófilo.

COLORANTE

CARÁCTER

COLOR

ELEMENTOS DE TINCION

  • Azul de metileno
    Acido
    Azul
    Núcleo celular, membrana plasmática
  • Hemtoxilina
    Básico
    Azul purpureo
    Núcleos, ribosomas y REG
  • Eosina
    Acido
    Rosado
    Citoplasma
  • Fast green
    celeste
    Paredes celulosicas
  • Alcian blue
    Azul
  • Safranina
    Rojo

    Paredes secundarias lignifica das, cutinizadas o suberifica das; en algunos casos tiñe nucleolos
  • Verde de geneciana
    Verde
  • Verde de metilo
    Básico
    Verde
  • Azul de coomasie
  • Azul de toluidina
    Básico
    Azul
  • Sudan III
    Rojo
    Grasas, cutina y suberina, celulas adiposas
  • Nigrosin
    Negro
  • Cristal violeta
  • Verde de malaquita
  • Fucsina básica
    Básico
  • Fucsina acida
    Acido
    Rojo
  • Indigo carmin
    Colágeno
  • Acido pierico
    Acido
    Amarillo
  • Orseina
    Bordeau
    Fibras elasticas
  • Resorcina fucsina
    Violeta azulado

    Fibras elasticas
  • Azul de trípano
    Azul
    Macrofagos
  • Pironina G
    Básico
    Rojo
  • Naranja G
    Acido
    Naranja



    Metacromasia
    Es el fenómeno por el cual un colorante (Ej: azul de toluidina) cambia de color tras reaccionar con un componente estructural. Los componentes que pueden colorearse metacromáticamente se llaman cromótropos, y son principalmente los glucosaminoglucanos y las nucleoproteínas.

DISECCIÓN DE ANIMALES

Aquí veremos cómo se diseccionan diversos animales vertebrados e invertebrados

Disección y observación de una lombriz de tierra

Materiales:
– Lombriz
– Pinzas
– Lupa de mano
– Guantes de látex
– Agujas de disección

Procedimiento:
1) Apoya la lombriz en una hoja de papel humedecida con agua.
2) Con tu observación intenta responder alguna de estas preguntas:
- El color de la zona ventral¿Es distinto al de la zona dorsal?
- ¿Distingues la linea roja oscura en la parte dorsal?
– ¿Distingues el extremo anterior del posterior? Aprieta el extremo anterior y observa
– Observas la región blanquecina y ancha e las lombrices? ¿Cuántas somitas ocupa?
3) Ayúdate con el dibujo que te presentamos aquí y reconoce en el animal las partes que aquí te indicamos
4) Busca en un libro la función de estas partes
5) Observa los orificios de los anillos 14 y 15
6) A los costados de cada anillo se ubican los orificios excretores ¿Puedes verlos?
7) Corta transversalmente la lombriz y observa la disposición de los tejidos. Reconócelos según el diagrama
8) Observación microscópica de parásitos y quetas e lombriz (Ver pág.)


Disección del langostín (solo morfología externa)

Materiales:
– Uno o dos langostinos grandes
– Una plancha de telgopor de 40 cm por 20 cm
– Alfileres
– Cinta adhesiva
– Pinza
– Algodón
– Guantes de látex
– Agujas de disección

Procedimiento:
1) Separa el cefalotórax del abdomen
2) Toma el abdomen y ubica la zona ventral hacia arriba. Con la pinza extrae desde su base al telson, los remos y a cada uno de los pares de patas nadadoras evitando que se mezclen.
3) vacía el abdomen y retira del mismo la “carne”. Limpialo por dentro con un algodón embebido con alcohol. Desarticula sus segmentos y rellena con algodón. Fija ordenadamente en la plancha cada uno de los segmentos abdominales empleando alfileres para clavarlos. A los costados de cada segmento fija con cinta adhesiva los apéndices correspondientes.
4) Ejecuta el mismo procedimiento para extraer los apéndices del cefalotorax y deja para el final las piezas bucales que debido a su fragilidad y pequeño tamaño exigen mayor atención y cuidado al extraerlas.
5) Vacía y limpia el cefalotórax. rellenarlos de algodón y pétalos mediante alfileres. Luego fija a sus costados sus apéndices en el mismo orden en que se ubican en el animal. El trabajo concluido debe quedar como el de la figura.
6) Rotula los apéndices según la figura.
7) Completa el trabajo confeccionando una lista con las funciones de los apéndices.


Estudio del mejillón abierto

Materiales:
– Dos o tres mejillones frescos
– Recipiente para calentar agua
– Recipiente de boca ancha y escasa profundidad (cristalizador o tapa de cápsula de Petri)
– Agua
– Aguja de disección
– Lupa de mano
– Guantes de látex

Procedimiento:
a) Observación de la morfología externa
1)Observa y esquematiza el aspecto externo del mejillón. Señala las partes de la cara externa de las valvas.
2) Observa los filamentos duros que salen entre las valvas. Indica a que corresponden y qué unció cumplen
3) Verifica la presencia de comensales. Si existen dibújalos e identifícalos
4) Intenta abrir las valvas con los dedos. Comprueba el grado de dificultad que ofrece dicha operación y explica a qué se debe.
5) Explica porque no deben adquirirse mejillones que presenten sus valvas abiertas

b) Observación del mejillón abierto
1) Coloca agua en el recipiente y caliéntala. Sumerge los mejillones en el agua manteniéndola siempre al fuego hasta que se abran luego de unos minutos. Explica por qué se abren.
2) Retira los mejillones del agua caliente y termina de abrir las valvas sin separarlas totalmente.
3) Coloca uno de los mejillones en el cristalizador y cúbrelo con agua para facilitar la observación de sus órganos.
4) Observa con atención ala mejillón abierto. Esquematízalo y señala sus partes ayudándote con el esquema de debajo.
5) Toma el otro mejillón abierto. Separa sus valvas por completo y límpialas observa y esquematiza las valvas por dentro.


Estudio y disección del pejerrey

Materiales:
– Un pejerrey fresco
– Plancha de corcho o telgopor
– Alfileres
– Bisturí
– Tijera
– Pinza
– Lupa de mano
– Guantes de látex
– Aguja de disección
– Pegamento
– Barniz
– Agua de cal
– Recipiente para hervir agua
– Alambre
– Formol
– Tarros

Procedimiento:
a) Estudio de la morfología externa
1) Observa y esquematiza el pez señalando todas sus estructuras exteriores
2) Menciona cuales de sus estructuras internas constituyen adaptaciones para la natación y explica sus funciones.
3) Con la pinza retira una escama del cuerpo y otra de la línea lateral. Obsérvalas con la lupa, esquematízalas y señala la diferencia entre ambas explicando a qué se debe.

b) Disección y estudio de la morfología interna
1) Procede a abrir el pez, colocado con el vientre hacia arriba sobre la plancha de corcho o telgopor, según se indica en la figura.

Sigue atentamente el orden de las líneas dibujadas.
2) Vuelca las partes cortadas hacia los costados y sujétalos con alfileres
3) Observa los órganos internos en su posición normal, esquematízalos y reconócelos.
4) Determina el sexo del pez (según la coloración de sus órganos reproductores)
5) Levanta o separa los órganos digestivos y observa la ubicación de los riñones.
6) Levanta o separa el corazón y el hígado para observar la vejiga natatoria.
7) Introduce una aguja de disección en la boca y verifica su punto de salida ¿Qué comunicación has comprobado? ¿Cuál es su significado funcional?
8) Levanta uno de los opérculos y extrae una branquia completa, obsérvala con la lupa y señala sus partes indicando sus funciones.


Ayúdate con el siguiente esquema



C) Montaje del esqueleto
1) Retira los órganos y guardalos en tarros con formol
2) Retira la mayor cantidad posible de tejido.
3) Coloca el pez en un recipiente con agua y llévalo al fuego. Dejalo hervir durante aproximadamente 15 a 20 minutos para aflojar sus tejidos.
4) Limpia los huesos y luego sumérgelos durante 24hs en agua de cal.
5) Sécalos bien y barnízalos. Montalos, siguiendo el diagrama que te presentamos aquí, sobre una madera valiéndote del alambre y el pegamento.


Estudio y disección de la rana

Materiales:
– Una rana viva
– Una rana muerta (ojo no vallas a matar la rana que trajiste viva!!)
– Un frasco con tapa
– Un trozo de algodón
– Cloroformo éter
– Plancha de Corcho o telgopor
– Alfileres
– Bisturí tijera y pinzas
– Aguja de disección
– Lupa de mano
– Guantes de látex

Procedimiento:
a) Observación de la morfología externa de una rana viva
1) Sujeta la rana por su parte dorsal con tus dedos índice y pulgar
2) Comprueba la humedad de su piel y explica la importancia para el animal
3) Observa y describe la cabeza y analiza las características de la boca, los ojos y los oidos. Verifica la movilidad del párpado anterior.
4) Observa y escribe la coloración dorsal y ventral del cuerpo y explica qué ventajas le proporcionaban. Ubica en la región ventral el orificio cloacal
5) Observa, describe y compara las extremidades anteriores y posteriores. verifica el número de dedos y constata la existencia, o no, de callosidades en los pulgares de las manos.
6) Si la rana posee callosidades frota tu dedo índice en el pecho de la msma. Registra la reacción de la rana

b) Disección y estudio de la morfología interna (de una rana muerta)
6) Coloca agua en el recipiente y caliéntala. Sumerge los mejillones en el agua manteniéndola siempre al fuego hasta que se abran luego de unos minutos. Explica por qué se abren.
7) Retira los mejillones del agua caliente y termina de abrir las valvas sin separarlas totalmente.
8) Coloca uno de los mejillones en el cristalizador y cúbrelo con agua para facilitar la observación de sus órganos.
9) Observa con atención ala mejillón abierto. Esquematízalo y señala sus partes ayudándote con el esquema de debajo.
10) Toma el otro mejillón abierto. Separa sus valvas por completo y límpialas observa y esquematiza las valvas por dentro.

CORTE A MANO ALZADA

Decimos que estamos haciendo un “corte a mano alzada” cuando practicamos un corte de un tejido para observación al microscopio sin ayuda de un micrótomo. El uso de esta técnica requiere de pulso y paciencia. Existen varias maneras e realizar este corte:

Una forma es realizando un corte en V con el bisturí o la hoja de afeitar, y luego ir retirando la primera capa con la ayuda de una pinza, cuidando que esta sea lo más transparente posible. Esta técnica es muy utilizada para estudiar epidermis


Otra técnica, utilizada para conseguir cortes que nos permitan observar las estructuras interiores, se realiza con la ayuda de una médula seca de sauco (si no la conseguimos, podemos usar en su remplazo una médula de hinojo). Se opera del modo siguiente: primero se introduce verticalmente la navaja, de modo que en la ranura que se deje, encaje el trozo de hoja, pétalo, etc.; luego, con buen pulso y rapidez, se desliza el bisturí u hoja de afeitaren sentido horizontal, se hacen muchos cortes tratando de que sean lo más finos posibles. Luego se elige el más apto y se lo coloca en el portaobjetos.

PREPARACIÓN DE SOLUCIONES Y DISOLUCIONES A PARTIR DE LA SOLUCIÓN MADRE

Es muy importante aprender a preparar soluciones y disoluciones en forma adecuada, pues la mayoría de los reactivos no vienen en la concentración que necesitamos. Por ejemplo, es muy utilizado el alcohol al 70% (70% de alcohol y 30% de agua); sin embargo el alcohol que conseguimos en la farmacia es de 98%. Entonces ¿cómo transformar el de 98% en el de 70%?. Con problemas como estos y su resolución le mostramos una forma sencilla en la que puede resolver inconvenientes similares al anterior y muy comunes en un laboratorio.

*Nociones básicas de soluciones, disoluciones y concentraciones
· Solución: mezcla homogénea. Se clasifican de acuerdo a su estado físico, por lo tanto pueden ser líquidas solidas o gaseosas. Están formadas por un soluto y un disolvente.
· Disolvente: Componente que se encuentra en mayor cantidad
· Soluto: Componente que se encuentra en menor cantidad
· Solución concentrada: Cuando las soluciones contienen una concentración alta de solutos
· Solución diluida: Cuando la concentración del soluto es baja
· Densidad: Medida que expresa la relación entre la masa y el volumen (δ=m/v)
· Modos de medir concentraciones:
1. %m/m
2. %m/v
3. %v/v
4. molalidad
5. molaridad
6. ppm

*Ejercicios ejemplo

a) La glucosa es un hidrato de carbono fundamental en el metabolismo humano. Se tiene una disolución acuosa de glucosa de 20,0% m/m, calcular la masa de soluto que se encuentra en 400g de disolución y en 400g de disolvente.
Decir que tenemos una disolución acuosa de glucosa a 20,0% m/m, es lo mismo que decir que cada 100g de disolución tenemos 20g de glucosa. Por lo tanto podemos resolver el 1º item sencillamente con una regla de tres simples:
100g de disolución -----------------20g de glucosa
400g de disolución ----------------- x = 80g de glucosa

Es decir, en 400g de disolución acuosa tendremos 80g de glucosa mientras esta tenga una concentración de 20,0% m/m. Para el item 2, debemos tener en cuenta que en una solución 20,0% m/m hay 20g de soluto por cada 100g de disolución y que por lo tanto habrá 80g de solvente. Sabiendo esto podemos determinar:
si hay 20g de glucosa (soluto)------------------80g de solvente
en X de glucosa (soluto)-------------------------400 de solvente X= 100g
Es decir, para obtener una solución 20% m/m cada 400g de solvente debemos agregar 100g de soluto


b)Una muestra de agua de mar contiene15,0g de ClNa en 300g de agua. Expresar su concentración en I- g de soluto/100g de agua II- % m/m III- molalidad
El primer ítem es fácil de resolver
si en 300g de agua---------se disuelven--------------15,0g de ClNa
en 100g de agua----------se disolverán------------ X= 5g

Es decir que la concentración es de 5g/100g de agua
Para resolver el ítem 2 debemos observar que:
SOLUTO + SOLVENTE = SOLUCIÓN

es decir que:
100g de agua + 5g de sal = 105g de agua salada

Entonces ahora podemos aplicar la regla de tres simples:
si 105g de agua salada------------tienen------------5g de ClNa
100g de agua salada------------tienen------------ X= 4,76g de ClNa

Por lo tanto el porcentaje es: 4,76 % m/m
Para resolver el tercer ítem hay que tener en cuenta que la molalidad (m) es la cantidad de moles e soluto que hallan disueltos en 1000g de disolvente
si en 100g de agua ----------se disuelven 5g e ClNa
en 1000g de agua---------- X= 0.005

Por lo tanto la solución es 0.005 m

ELEMENTOS DE USO COMÚN EN UN LABORATORIO

Pinza común: Las pinza son usadas para retener o arrancar parte de un objeto y para tomar o asir animalitos para evitar tocarlos con las manos. Si no tienes una como la que viene en el equipo de disección puedes usar las que se venden para depilar ¡OJO! UNA VEZ QUE PONGAS LA PINZA PARA USO EN EL LABORATORIO NO LA VALLAS A USAR CONTIGO.


Aguja de disección: Las agujas de disección se usan para separar y acomodar pequeñas estructuras o para sujetar un objeto por breve tiempo. Estas agujas se adquieren junto al equipo de disección, pero como este es de costosa adquisición te invitamos a que construyas la tuya. Para eso debes sacar la parte interior de un bolígrafo, ablandar el extremo el tubo de plástico a la llama e intoducir una aguja, que quedará ajustada al enfriarse el material.

Escalpelo o bisturí: se usa para realizar cortes delicados. Si no tienes uno puedes remplazarlo por una hoja de afeitar a la que quitaras uno de sus filos con cinta adhesiva.

Lupa de mano o de pie: Se usa para observar, con un aumento mayor al real, los detalles de las estructuras pequeñas. La lupa de pie tiene la ventaja de que permite el manipuleo del objeto con ambas manos.

Tijeras: Se usan únicamente para cortar estructuras blandas, son especialmente útiles las de punta curva, como las que venden en equipos de manicura.

Gotero: El gotero es utilizado para colocar gotas de agua o colorante sobre un preparado. Es un buen remplazo de las pipetas, si no se tiene una.

Portaobjeto: Es un vidrio rectangular de poco espesor sobre el que se coloca el objeto a observar

Cubreobjeto: Es un vidrio cuadrado o redondo muy delgado que debe manipularse con toda delicadeza. Colocado sobre el preparado evita que el objetivo del microscopio entre en contacto con la preparación a la vez que la protege.

Mortero: Es un vaso de porcelana, madera o metal que sirve para moler diversas sustancias.

Matraz: Frasco que se emplea para contener líquidos.

Erlenmeyer: Su utilización es similar al del matraz.

Cápsulas de Petri: Se utilizan para hacer cultivos celulares, de hongos, etc. En química, sin su tapa, son usadas para hacer evaporaciones.

Embudo: Se usa para transvasar líquidos sin derramarlo. También es utilizado para transvasar sustancias en polvo, como por ejemplo el almidón.

Probeta:

Gradilla: Es el soporte que se utiliza para sostener los tubos de ensayo.

Tubos de ensayo:

Centrifugadora:

Vaso de precipitados:

Crisol:

Mechero de Bunsen:

Tela de amianto:

REACCIÓN EN CADENA DE LA POLIMERASA (PCR)

(PCR, de las iniciales en inglés Polimerase Chain Reaction)
Técnica usada para crear un gran número de copias de un segmento de DNA (amplificación de una secuencia de ADN), que utiliza ciclos de desnaturalización, apareamiento y extensión usando una polimerasa termoestable y dos cebadores ("primers") de 20 bases de largo de la secuencia a ser amplificada, uno complementario de las secuencias final de la hebra (+) y otro de la otra secuencia final de la hebra (-). Las nuevas cadenas de ADN ya sintetizadas pueden reiteradamente servir de moldes adicionales para la misma secuencia de cebadores, por lo tanto, en sucesivos "ciclos" de anillado de cebadores, alargamiento de la cadena y disociación del ADN bicatenario formado, producen rápidamente grandes cantidades de la secuencia original (amplificación). La PCR puede utilizarse para detectar una secuencia definida en una muestra de ADN.
En la secuenciación de un segmento de una molécula de DNA por el método de Maxam y Gilbert, el segmento de cadena simple (presente en múltiples copias) se marca radiactivamente en el extremo 5'. La solución que contiene al DNA marcado se divide en cuatro porciones, cada una de las cuales se somete a un tratamiento químico diferente para romper las moléculas en una sola de las cuatro bases nitrogenedas. Con los fragmentos resultantes se realiza una electroforesis en un gel de poliacrilamida desnaturalizante, en el que se separan fragmentos que difieren incluso en un nucleótido de longitud. Combinando la información obtenida con cada reacción, se puede inferir la secuencia del segmento completo

COLORACIÓN Y OTROS MÉTODOS DE DETECCIÓN

  • Coloración de Loefler
SOLUCIÓN A
– Azul de metileno 0.3g
–Alcohol etílico (95%) 30c.c

SOLUCIÓN B
–KOH (0.1%) 100 c.c. Mezcle las soluciones A y B. La mezcla debe hacerse cuidadosamente

  • Coloración de Gram
Se aplica al frontis durante 30 seg. la solución de Cristal-Violeta, y luego se lava la preparación con solución yodo yodurada de Lugol, que se deja actuar sobre ella 30 seg. Se vierte y se aplica sobre el preparado alcohol etílico al 95% hasta que las capas más gruesas del frotis dejen de perder colorante (quedan coloreadas las gram-positivas), por último se aplica la coloración de contraste.· Solución de Cristal-VioletaSOLUCIÓN A– Cristal Violeta (85% de cont. de colorante) 2g– Alcohol etílico (95º) 20c.c.
SOLUCIÓN B– Oxalato amónico 0.8g– Agua destilada 20c.c.Dilúyase la solución al 10% en agua destilada y mezcle con igual volumen de solución B

  • Coloración de Ziehl - Neelsen

Utilizada para ver bacilos tuberculosos o células con abundante material céreo (ácido-resistencia).El frotis se extiende seco y fijo por el calor. Se vierte sobre el la solución colorante (fucsina fenicada) en cantidad abundante. Esta es calentada hasta 90º C sobre baño maría, durante 5 minutos de ese modo se ablanda la cubierta cérea y se deja impregnar por el colorante. Después de lavar la preparación durante 5 minutos con alcohol frío de 95º que contenga 5 a 10% de HCl, los microorganismos que retienen el rojo son acidorresistentes. Se tiñe a continuación la preparación con azul de metileno o verde brillante como coloración de contraste.

  • Solución de fucsina fenicada

SOLUCIÓN A
–Fucsina básica 0.3g
–Alcohol etílico al (95º) 10c.c.

SOLUCIÓN B
–Ácido fénico (cristales fundidos) 5c.c.
–Agua destilada 95c.c. Mezcle las soluciones A y B. Conserve con cuidado.

  • Coloración Negativa

La coloración negativa o método de Dorner colorea el campo y no a las bacterias (portaobjetos libres de grasa).– Nigrosín 10g– Agua 100c.c.Hiérvase durante 30 minutos y agréguese 0.5c.c. de formalina. Fíltrese a través de papel filtro a razón de 2c.c. por tubo. Deposítese en el porta un asa de suspensión a examinar, inmediatamente adiciónese una cantidad igual de solución de nigrosín. Mezcle y extienda una película fina. No moje el porta ni lo caliente.

  • Método de Albert

Para observar gránulos de volutina.

SOLUCIÓN A
–Azul de Toluidina 0.15g
–Verde de Metilo 0.2g
–Ácido acético (glacial) 1c.c.
–Alcohol (95º) 2c.c.
–Agua 100c.c. Déjese en reposo 24 hs., fíltrese con papel filtro.


SOLUCIÓN B
–Yodo como en coloración de Gram
1) Prepárese el frotis en la forma corriente
2) Sumérjase en la solución A 1 minuto. Lávese con aguay séquese con papel adecuado
3) Tíñase con la solución B durante 1 minuto, lávese y séquese se con papel.Los gránulos aparecen negros, las demás partes obscuras o verde claro.

  • Método de Leifson

Usada para teñir flagelos

SOLUCIÓN A
–NaCl 1.5% en H2O destilada

SOLUCIÓN B
–Ácido tánico 3% en H2O destilada

SOLUCIÓN C
–Acetato de pararosanilina 0.9
–Clorhidrato e pararosanilina 0.3g (o 1.2g de fucsina básica garantizada)
–Alcohol etílico 100c.c. Mézclese A, B y C en iguales proporciones y mantenga la mezcla en un frasco hermético aproximadamente a 4º C.Sobre la extensión deposite 1c.c. de colorante, lleve a temperatura de laboratorio 7 a 15 minutos. Lavar abundante y delicadamente; no escurrir primero el colorante. Coloración de contraste con azul de metileno.

  • Coloración de CápsulasMétodo de Weich (modificado)

SOLUCIÓN A
“Cristal Violeta”
–Solución alcohólica saturada de cristal violeta
–Agua destilada


SOLUCIÓN B
–Solución de sulfato de cobre al 10%. Haga un frotis fino, séquese al aire, fíjese por calor suave, cúbrase con la solución A, caliéntese hasta producir vapores por un segundo (no debe hervir). No se usa agua, lávese abundante e inmediatamente con la solución de sulfato de cobre, séquese mediante papel inmediatamente. Los microorganismos se ven en púrpura y las cápsulas como halos en azul desvariado.

  • Reacción de Feulgen

Para coloración de ADN.
No tiñe ARN.
Color: magenta o rojo.
1) Fijar en alcohol etílico (95%) durante 48 hs.
2) Aplicar cloroformo durante 30” a la extensión húmeda, secar al aire.
3) Sumergir durante 10 a 15 minutos en HCl N/I, a 60º C. Pasar por HCl N/I frío.
4) Teñir con reactivo de Schiff, en el vacío, en recipiente cerrado: de 2 a 6 horas.

  • Reactivo de Schiff

Es leucosina o bisulfato de fucsina. Sirve para coloración de ADN, almidón, celulosa, pectinas, muceínas, mucoproteínas y quininas. Es incoloro pero forma un color rojo estable al unirse a grupos aldehídos.

–Fucsina básica 1g
–Agua 200c.c.Calentar, agitar, filtrar. Al filtrado agregar HCl N/I 20c.c.; Bisulfito de Na anhídrido, 2g. Tapar herméticamente y dejar en reposo durante 24hs. En lugar oscuro. Lavar suavemente con solución de bisulfito al 1% y luego con agua. Secado y coloración de fondo con una tinción verde. Examinar con objetivo de inmersión al aceite (o montar con cubre; con solución de bisulfito sódico al 1%, examinar en húmedo)El Método del Ácido Peryódico-Schiff, más conocido como PAS se emplea para determinar la presencia de moléculas como el glucógeno, glucoproteínas y glucosaminoglucanos.


  • Tinción de esporas

También llamada tinción de Wirtz (flamear hasta calentar).
1) Aplicar verde de malaquita saturado (aprox. 7.6%) durante 10 minutos.
2) Lavar con agua corriente durante 10 segundos.
3) Aplicar solución acuosa de safranina a 0.25% durante 15”.
4) Lavar con agua corriente, secar con papel absorbente y luego al calor.

  • Reactivo de Earlich

Este reactivo indica la presencia de Indol
–Alcohol etílico (95%) 380c.c.
–HCl (concentrado) 80c.c.
–Paradimetil-amidobenzaldehído 4g. Si se encuentra Indol toma un tinte rozado

  • Reactivo de Kovacks

Determina la producción de Indol. Un halo fucsia rojo es positivo, mientras que si no aparece dicho halo es negativo.

  • Reacción para la determinación de la catalasa

–Peróxido de hidrógeno. La aparición de burbujas sobre el frotis indica una respuesta positiva.

PROTOCOLO DE TRABAJO Y REGLAS GENERALES EN UN LABORATORIO

La seguridad suya y de sus compañeros depende de que se sigan ciertas reglas básicas de seguridad. La mayoría de los accidentes en los laboratorios son el resultado del descuido, falta e criterio o fatiga del accidentado o e alguna de las personas cercanas. Por eso TODA PERSONA QUE TRABAJE EN UN LABORATORIO ESTA OBLIGADA A APRENDER Y OBSERVAR LAS REGLAS DE SEGURIDAD.

¿Qué elementos se necesitan para trabajar con seguridad?
1. Guardapolvo
2. Guantes de latex para proteger las manos
3. Anteojos si se utilizan elementos corrosivos
4. Barbijos(para evitar la s inhalaciones de sustancias tóxicas o al diseccionar animales)


¿Qué cuidados debe tener usted para trabajar?
1. Usar todos los elementos de seguridad mientras se realiza un experimento
2. No fumar en el laboratorio
3. No comer ni beber en el laboratorio, especialmente durante un experimento
4. No deambular por el laboratorio
5. Debe trabajar con el cabello recogido
6. No usar pulseras ni colgantes
7. No utilice material de vidrio rajado o roto
8. Arroje los sólidos en el tacho de la basura
9. Arroje el material de vidrio roto solo en los lugares indicados
10. Consultes antes de arrojar líquidos en el desagüe
11. Cuando caliente , no dirija la boca del tubo u otro elemento hacia su rostro o el de sus compañeros
12. Sea precavido al trasvasar líquidos, evite que se derramen sobre el exterior del envase. En este caso límpielo con una servilleta de papel o trapo rejilla
13. Cuando finalice el trabajo deje todo su material limpio y ordenado, la mesada limpia y controle que las llaves de gas estén cerrada y los equipos apagados
14. No apoye el bisturí y/o la aguja de disección en cualquier forma y lugar


¿Cómo realizar un experimento y cómo presentar los resultados?
Para el éxito del experimento debe trabajar en forma limpia, prolija y ordenada. Para ello debe chequear las siguientes normas:
1. Cerciórese de que el material que va a utilizar este limpio
2. Realice las pesadas y mediciones con material volumétrico con extremo cuidado
3. Evite contaminaciones del material durante el desarrollo del experimento. No apoye las pipetas sobre las mesadas ni toque las puntas con los dedos
4. Rotule los frascos que ha de usar
5. Lea la guía y arme un esquema sencillo de como va a proceder
6. Observe con atención los experimentos y tome nota de ellos
7. Para presentar los resultados usted debe colocar:
A) Fecha
B) Objetivos
C) Materiales utilizados
D) Sustancias
E) Confeccionar tablas con los resultados obtenidos
8. Analice los resultados y concluya

EXPERIMENTOS SENCILLOS DE DEMOSTRACIÓN DE PROCESOS FISIOLÓGICOS EN VEGETALES Y ANIMALES

Se presenta aquí una colección de experimentos fácilmente reproducibles en los que se pone de manifiesto diversos procesos fisiológicos. Una ves hechos compare los resultados y saque sus propias conclusiones.


EXPERIENCIA Nº 1 → La acción de las enzimas

Objetivo
Comprobar la acción de las enzimas sobre el alimento

Materiales
Un vaso de precipitados pequeño, ½ cucharadita de fécula de maíz, ½ vaso e agua, tres varillas para mezclar tres tubos de ensayos, yodo, saliva, dos goteros y 5 cm3 agua destilada.

Procedimiento
1-Preparen una solución de almidón, hechando en el vaso de vidrio el agua y la fécula. Agiten bien.
2- Agreguen 5 cm3 de agua en el primer tubo de ensayos y en los otros, 5 cm3 de la solución de almidón.
3- Colecten en otro vaso de precipitados unos 5 cm3 de saliva.
4- Con el gotero, agreguen la saliva a uno de los tubos de ensayos con el almidón. Mezclen bien. Cada tubo debe tener su propia varilla.
5- Agreguen dos gotas de Yodo a cada tubo. Mezclen.

Respondan
a- ¿De qué color se tiñe el almidón?
b- ¿Es igual la coloración en todos los tubos?¿Por qué?
c- ¿Cómo se observó la presencia de una enzima?



EXPERIENCIA Nº 2 → Estómago de laboratorio

Objetivo
Comprobar el efecto del ácido estomacal sobre los alimentos y comprobar la importancia de la masticación en la digestión

Materiales
Ácido clorhídrico , cuatro frascos de vidrio, cuatro trozos pequeños de carne, una probeta graduada, agua destilada, una hojita de afeitar y una pinza.

Procedimiento
1- Agreguen en el primer frasco 5 cm3 de agua, en el segundo 2.5 cm3 de agua y 2.5 cm3 de cm ácido clorhídrico, y en el tercer y cuarto frasco agregá 5 cm3 de ácido.
2- Coloquen, en cada uno de los tres primeros frascos, un trozo de carne picada. En el cuarto frasco coloque un trozo entero de carne. Déjenlo así durante 15 minutos. Luego, con una pinza comparen la textura y el alimento extraído de cada uno de los frascos.

Respondan
a- ¿En qué frasco la carne cambió más de textura?¿Por qué?
b- ¿Por que es posible compara este proceso con la digestión?
c- ¿Qué diferencias encuentras con el proceso que ocurre en el estómago?
d- ¿Qué diferencia encontraron entre la carne picada y la carne entera?
e- ¿Por qué es importante masticar bien los alimentos?


EXPERIENCIA Nº 3 → ¿Cuánto respiro?

Objetivo
Determinar el volumen pulmonar

Materiales
Un trozo de manguera, una probeta de un litro o más, una palangana, una pajita, un soporte universal con pinza

Procedimiento
1- Coloquen agua en el recipiente hasta la mitad.
2- Llenen la probeta y luego inviértanla en el interior del recipiente. Sujeten con el soporte universal.
3- Introduzcan en la probeta un extremo de la manguera cuidando de no perder mucha agua. Tapen el extremo con uno de sus dedos y manténgalo a una altura superior que la probeta. Marquen el nivel del agua en la probeta
4- Realicen una espiración normal a través de la manguera y determinen el volumen del líquido desplazado.
5- Repitan los pasos 2 y 3 y realicen una espiración forzada. Determinen el volumen del líquido desplazado.
6- Repitan la experiencia con compañeros de distinto peso sexo y edad. Elaboren una tabla que contenga los resultados obtenidos.

Respondan
a- ¿Cuánta agua desplazaron al respirar?
b- ¿Qué gas aumentó la concentración en el aire que quedó en la botella después de la espiración?

REALIZACIÓN DE EXTENDIDOS Y PREPARADOS DE TEJIDOS ANIMALES Y VEGETALES PARA OBSERVACIÓN AL MICROSCOPIO

La mayoría de las personas suelen tomar objetos y colocarlos directamente en el portaobjeto, con la esperanza de ver algo emocionante y, como poco o nada pueden ver, se desilusionan y allí termina su interés por el microscopio. Lo que deseamos ver en un microscopio debe ser preparado de antemano para que su observación sea posible. Para acondicionar los objetos existen técnicas que se valen de distintos procedimientos. Estas técnicas, algunas sencillas, otras relativamente complicadas y otras muy complejas, son llamadas técnicas de preparación. El resultado final de la utilización de cualquier técnica es un preparado microscópico que generalmente no defrauda al expectativa del observador. Aquí te indicaremos como puedes poner en práctica algunas técnicas sencillas.
En general, existen dos tipos de preparados: a) los “en fresco” o “in vivo”, que se abandonan después de que se examinan pues la materia viva comienza su desintegración y por consecuencia el preparado se altera; y b) los “duraderos” que se obtiene con técnicas más complicadas que consisten en la fijación de la materia viva, sumergiéndola en sustancias que la matan de inmediato pero que la mantienen con el mismo aspecto que si estuviera viva; y la coloración. Estos preparados una vez terminados reciben el nombre de laminillas histológicas. Estas se componen de tres capas: portaobjetos, tejido o muestra y cubreobjetos La técnica para realizar extendidos en fresco se explica en las págs. 20 para bacterias y fluidos, 20 para tejidos vegetales y 20 para tejidos animales. Los métodos “más profesionales” para la obtención de preparaciones histológicas ocupadas en los estudios de microscopía óptica, se engloban en la Técnica Histológica. La técnica histológica abarca varios procedimientos a los que se somete un tejido para proporcionar los cortes como se conocen, montados bajo un cubreobjeto con imágenes de estructuras contrastadas, para su estudio en microscopia óptica o electrónica. Los procedimientos son los siguientes: fijación, deshidratación, aclaramiento, inclusión, seccionado, montaje y tinción. Existen dos formas de obtener muestras tejidos para su observación:
– La necropsia → obteniéndolo del ser ya muerto
– La biopsia → Obteniéndola del ser vivo. Esta puede ser: inscisional, excisional, por sacabocado, por punción y absorción, por raspado, por trepanación


Fijación
Se le llama así al tratamiento del tejido con diversas sustancias químicas con la finalidad de conservar los tejidos como si estuvieran vivos interrumpiendo los procesos celulares que ocurren a la muerte de la célula deteniendo así la autólisis, aumentar su dureza para facilitar los cortes finos y ultra finos, y destruir bacterias y gérmenes que pudieran encontrarse en ellos. Los fijadores más usados son:
– Formaldehído al 5% (Micros. Opt.)
– Formol al 10% (Micros. Opt.) Es el más usado
– Formalina (solución de formaldehído especial) (Micros. Opt.)
– Glutaraldehído al 2.5% (Micros. Opt.) (Micros. Electr.)
– Tetróxido de Osmio (Micros. Opt.) (Micros. Electr.)
– Líquido de Helly (solución con 2.5g de bicromato de potasio, 5g de cloruro de mercurio, 100ml de agua y 5ml de formol) (Micros. Opt.)
– Fijador de Bouin ( 75ml de solución acuosa saturada de ácido pícrico, 25ml de formol, 5ml de ácido acético glacial)(Micros. Opt.)
– Cloruro de mercurio (Micros. Opt.)
– Ácido pícrico (Micros. Opt.)
– Glutaraldehído al 2.5%(Micros. Electr.)
– Paraformaldehído (Micros. Electr.)
– Permanganato de potasio (Micros. Electr.)
Siempre se debe tener en cuenta que la mejor fijación se obtiene cuando ha transcurrido el menor tiempo entre la muerte y la misma. Téngase en cuenta también que el tamaño de muestra debe ser, en lo posible, de entre dos y tres centímetros.


Deshidratación
La muestra luego de ser fijada debe ser deshidratada. Para ello se la sumerge consecutivamente en una serie gradual de soluciones acuosas deshidratantes como lo son el alcohol etílico o la acetona. Se inicia con alcohol a 50% durante uno o dos minutos, luego al 60%, 70%, 80%, 90%, 96%, 98% hasta llegar al alcohol absoluto(100%). La deshidratación se realiza paulatinamente para evitar que el agua salga rápido del tejido y este se deforme


Aclaramiento o diafanización
La muestra es luego aclarada, es decir, se cambian sus índices de refracción. La sustancia aclarante debe ser miscible tanto en el fijador como en la sustancia de inclusión (comúnmente parafina). La sustancia más usada es el xilol. También se puede utilizar, tolueno, benzol o cloroformo. Si decide usar xilol, recuerde que tanto este como el alcohol disuelven los lípidos de las células.


Inclusión o impregnación
Los tejidos son incluidos y envueltos por una sustancia de consistencia firme (gelatina o parafina) para facilitar los cortes posteriores. Para ello se coloca la muestra en un recipiente y se le agrega la parafina fundida a 60º C colocando la muestra en una estufa de 30 minutos a 6hs, manteniendo la temperatura a 60º C. Por e calor el xilol se evapora y su lugar es ocupado por la parafina. Para microscopía electrónica se usan fucsinas polimerizadas tipo epoxi: Epon, Mikropal, Araldit. Luego se coloca todo en un molde hasta que solidifica a temperatura ambiente. Una vez seco se lo denomina taco


Corte
Según el grosor del corte que se desee (esto siempre va a depender de lo que se quiera observar y de la resolución del microscopio con que se va a usar) se utilizan diversos aparatos que nos cortan el taco en secciones lo suficientemente delgadas para dejar paso a la luz. La mayor parte de los preparados para microscopía óptica tienen un grosor de 3 a 10 micrómetros. Para estos cortes se utiliza un micrótomo. Para microscopía electrónica se requieren cortes más delgados llamados ultra finos, de aproximadamente 25 a 100nm. de espesor y de 0.5mm de lado medio. Para esto se utiliza un micrótomo de hoja de vidrio o diamante (ultra micrótomo). Estos preparados se montan sobre rejillas de cobre común diámetro de 3mm.


Rehidratación
Para poder observar estos preparados al microscopio aún debemos desparinarlos y teñirlos. Para esto es necesario rehidratar nuevamente el preparado, para lo cual eliminamos la parafina con un solvente orgánico, de nuevo se incluyen en xilo, y la muestra se rehidrata luego haciéndola pasar por una serie de graduaciones decrecientes de alcohol etílico hasta llegar a una solución 100% de agua.


Otras técnicas de para la realización de preparados
Cuando deseamos estudiar grasas o lípidos que se extraen en el proceso de aclaramiento o enzimas que quedan inactivadas por el calentamiento de la inclusión, nos auxiliamos de la técnica de congelación de tejidos. Un tejido congelado es lo suficientemente duro como para ser cortado. Para esto, se sumerge la muestra de tejido en nitrógeno líquido para tener una congelación rápida. Luego se corta con un aparato especial denominado micrótomo de congelación, existe un aparato más elaborado y eficiente para los cortes de congelación llamado criostato. La ventaja de esta técnica es que los corte s que se obtienen son muy rápidos, se puede utilizar en el diagnóstico de material patológico, tomado en intervenciones quirúrgicas y el resultado se obtiene en el transcurso de la operación.

miércoles, 6 de febrero de 2008

Videos de biología celular

Hola a todos.
La página del CBC de la UBA nos ofrece un listado de las cátedras que dicta la Universidad, dentro del sitio apartado Alumnos. En este sitio encontraremos todos los links que nos direccionan hacia las páginas correspondientes de cada una de las cátedras; particularmente el de Introducción a la Biología celular nos ofrece un sitio de donde aprender más fácilmente: http://www.genomasur.com/, donde a traves de Actividades accederemos a un listado con diferentes temas acerca de los procesos que ocurren dentro de la célula, y junto con ellos un video explicativo y/o interactivo que nos da la opción de escucharlo con audio inglés mientras corre el video, leer debajo la explicación o ambas a la vez.

Visiten el sitio, ojeen qué hay de interesante, y aprendan algo más acerca del interesante pequeño mundo de la célula.

El origen de los ojos azules

COPENHAGUE, Dinamarca.
Una investigación de la Universidad de Copenhague demostró que entre 6.000 y 10.000 años atrás un primer individuo sufrió una mutación genética que despojó a su organismo de la habilidad para pigmentar correctamente sus iris, lo que derivó en la aparición de los ojos azules.Este hecho sucedió al noroeste del mar Negro, según el profesor Hans Eiberg, de esa casa de altos estudios. “Dado que es un gen recesivo, no fue hasta varias generaciones después cuando nació una persona con los ojos de ese color”, explicó el científico, miembro del Departamenteo de Medicina Celular y Molecular.Actualmente, los cerca de 150 millones de habitantes que tienen ese color demuestran el éxito genético que la nueva tonalidad obtuvo y que su posesión, originalmente exclusiva de la raza caucásica, ha trascendido gracias al mestizaje.La clave, según los estudios, está en el OCA2, un gen relacionado con la producción de melanina que, originalmente, puede dosificar su cantidad dentro del espectro entre el marrón (el color predefinido para el ser humano) y el verde, pero nunca para el azul.Pero una mutación en un gen adyacente provocó que éste, puntualmente, viera condicionada su acción y, en consecuencia, su capacidad para producir la melanina. La investigación se inició en 1996 y los resultados fueron dados a conocer la semana pasada en la revista “Human Genetics”. (Especial)

Olimpiadas Argentinas de Biologia O.A.B.

Bienvenido al sitio Oficial del Equipo Olímpico de la E.E.M.Nº 9